مجله علمی دانشگاه علوم پزشکی رفسنجان

مقاله مروری
مجله دانشگاه علوم پزشکی رفسنجان
دوره 20، بهمن 1400، 1278-1253
 
 
 
 
 
 
 
 
توکسوپلاسموز و وضعیت کنونی آن در ایران: یک مرور روایی
 
 
 
 
 
 
 
علی اصغری[1]، عزت اله قاسمی[2]، علی یوسفی[3]، حمیدرضا مجیدیانی[4]
 
 
دریافت مقاله: 25/01/00 ارسال مقاله به نویسنده جهت اصلاح: 202/03/00 دریافت اصلاحیه از نویسنده: 22/08/00       پذیرش مقاله: 25/08/00
 
 

 
چکیده
توکسوپلاسموز یکی از مهم‌ترین بیماری­های زئونوز بوده و حدود یک سوم جمعیت عمومی جهان واجد تیتر آنتی‌بادی ضد توکسوپلاسما گوندی هستند. از نقطه نظر دام‌پزشکی و بهداشت عمومی، بیماری منجر به سقط جنین در نشخوارکنندگان کوچک و زنان باردار و نیز عوارض مغزی در افراد دچار نقص سیستم ایمنی می­شود. اگرچه بیش از یک قرن از کشف این تک یاخته جالب و فرصت­طلب می­گذرد، اما هم‌چنان مکانیسم­های بیماری­زایی و ژنوتایپ­های آن مورد کاوش هستند. مطالعه مروری حاضر نگاهی اجمالی بر این عفونت فرصت طلب دارد. تحقیقات عفونت توکسوپلاسما طی دو دهه اخیر مورد توجه ویژه­ای واقع شده است که با تأکید بر مطالعات سرواپیدمیولوژی در جمعیت­های در معرض خطر، ژنوتایپینگ در نمونه­های مختلف، یافتن داروی ضد توکسوپلاسما و نیز رویکردهای واکسیناسیون علیه توکسوپلاسموز می­باشند. این مقاله مروری جنبه­های مختلف عفونت توکسوپلاسما را مشخص نموده و به نقاط ضعف احتمالی و زمینه­های تحقیقاتی جهت بررسی بیش‌تر می­پردازد.
واژه های کلیدی: توکسوپلاسما گوندی، توکسوپلاسموز، ایران
 

مقدمه
توکسوپلاسما گوندی (Toxoplasma gondii) یک ارگانیسم انگلی اجباراً داخل سلولی از شاخه آپی­کمپلکسا (Apicomplexa) بوده که دارای شیوعی جهانی در جوامع انسانی و حیوانی است؛ از این رو یکی از موفق­ترین انگل‌های زئونوتیک انسانی به شمار می­رود [2-1]. تقریباً تمام حیوانات خونگرم حتی کیسه­داران و پستانداران دریایی تحت تأثیر این عفونت هستند [3]. با توجه به سویه انگل و وضعیت سیستم ایمنی میزبان علائم بالینی متعددی در اثر بیماری توکسوپلاسموز (Toxoplasmosis) ایجاد می شود. به علاوه، شاخص‌ترین فرم بیماری، عفونت مادرزادی است که به‌ویژه جنین انسان و چارپایان اهلی را متأثر می­سازد. هم‌چنین افراد دچار ضعف سیستم ایمنی نیز ممکن است دچار التهاب ریه و مغز ناشی از توکسوپلاسما شوند. بنابراین، این تک­یاخته از منظر پزشکی و دام‌پزشکی اهمیت بسیاری دارد [4]. پس از بیش از یک قرن پی بردن به توکسوپلاسما در شمال قاره آفریقا، امروزه انگل گسترشی جهانی داشته و تخمین زده شده که حدود یک سوم جمعیت جهان دارای تیتر آنتی‌بادی علیه این میکروارگانیسم انگلی باشند [5]. طی 17 سال ابتدایی هزاره جدید (2017 – 2000) تعداد 6550 مقاله با محوریت توکسوپلاسما گوندی از 33 کشور مختلف جهان در پایگاه اطلاعاتی Web of Science نمایه شده است که نشان از اهمیت روزافزون مطالعات درباره این انگل می­دهد [6]. این عفونت آشکاراً در برخی میزبان‌ها با علائم حادی همراه بوده، اما اکثر افراد مبتلا بی­علامت هستند. جهت روشن کردن این موضوع، تا بحال تلاش­های بسیاری برای تمایز ایزوله­های انسانی و حیوانی از نظر شاخصه­های ژنتیکی صورت گرفته است [7]. در نتیجه، 3 تیپ اصلی توکسوپلاسما گوندی (I، II و III) با استفاده از روش بررسی پلی­مورفیسم طول قطعه محدود­ سازی شده (Restriction fragment length polymorphism) مشخص شده­اند. هم‌چنین، نقشه­برداری ژنی توکسوپلاسما دو دهه پیش صورت گرفت، که ما را قادر می­سازد تا آنتی­ژن­هایی کارآمد را جهت تشخیص دقیق و پیشرفته و رویکردهای واکسیناسیون در آینده انتخاب کنیم [9-8]. مطالعه مروری حاضر به برخی جنبه­های مهم توکسوپلاسموز با تأکید بر شیوع عفونت در ایران می­پردازد.
بیولوژی، چرخه زندگی و روش­های انتقال
در چرخه زندگی توکسوپلاسما گوندی در واقع تمام حیوانات خونگرم میزبان واسط و گربه­سانان به ویژه گربه اهلی میزبان قطعی هستند (شکل 1) [10]. اگرچه، اخیراً مطالعه­ای مولکولی که در ایران بر روی مغز مارها در مؤسسه واکسن و سرم­سازی رازی انجام شد، نشان داد که این جانوران خونسرد نیز ممکن است آلوده به توکسوپلاسما باشند، اما قضاوت در این مورد هنوز زود است [11]. سه مرحله تکاملی انگل شامل تاکی­زوآیت (Tachyzoite) و برادی­زوآیت (Bradyzoite) در بافت­های میزبانان واسط و قطعی و فرم اووسیست (Oocyste) در اپیتلیوم روده گربه‌هاست. تاکی‌زوآیت­ها بیضی یا هلالی شکل و فرم تهاجمی انگل بوده که طی فاز حاد عفونت رویت شده و عملاً در تمامی سلول­های هسته­دار بدن، به روش اندودیوژنی (Endodyogeny) و درون واکوئل­های پارازیتوفوروس (Parasitophorous) تکثیر می‌شوند. علی­رغم شباهت مورفولوژیک، برادی­زوآیت­ها نسبت به تاکی­زوآیت­ها متابولیسم کندتری داشته و آهسته­تر تکثیر می‌شوند؛ این فرم از انگل عمدتاً در مرحله مزمن و در قالب کیست­های بافتی درون سیستم اعصاب مرکزی و عضلات مشاهده می‌شوند [5].
اووسیست­های توکسوپلاسما هنگام دفع شدن به محیط همراه با مدفوع گربه آلوده، اسپوروله نشده (Unsporulated) و غیرعفونی هستند، اما تحت شرایط مساعد محیطی اسپوروله شده (Sporulate) و در واقع دو اسپوروسیست (sporocyst) که داخل هرکدام چهار اسپوروزوآیت (Sporozoite) قرار دارند، تشکیل می­شوند [12]. چرخه زندگی انگل دو مرحله اساسی دارد [13]: 1) فاز روده­ای: که طی آن انگل در روده گربه به ترتیب تقسیم غیرجنسی (شیزوگونی) (Schizogony) و جنسی (گامتوگونی) (Gametogony) انجام داده تا سرانجام اووسیست­های نارس را ایجاد کند؛ و 2) فاز خارج روده­ای: برادی­زوآیت­ها یا اسپوروزوآیت­ها به اپیتلیوم روده حمله­ور شده و پس از تبدیل شدن به تاکی­زوآیت قادرند به هر نوع سلول هسته داری در بدن حمله کرده و نقاط لیز و نکروز (Necrosis) سلولی ایجاد کنند. البته در افراد با سیستم ایمنی کارآمد، تاکی­زوآیت­ها توسط سیستم ایمنی مهار شده و در قالب برادی­زوآیت درون کیست­های بافتی (در شبکیه، مغز، عضلات قلبی و اسکلتی) ظاهر می­شوند، که ممکن است در سرتاسر طول عمر فرد دوام داشته باشند [14].

شکل 1- چرخه زندگی توکسوپلاسما گوندی به زبان ساده
 

گرچه گزارشاتی از انتقال توکسوپلاسما از طریق مصرف شیر غیرپاستوریزه، ذخایر خونی و انتقال خون و نیز پیوند اعضاء وجود دارد [17-15] اما این ارگانیسم به 3 طریق اصلی انتشار می­یابد: 1) خوردن محصولات گوشتی خام یا کم­پخته آلوده به کیست­های نسجی حاوی برادی­زوآیت [18]؛ 2) خوردن آب و غذای آلوده به اووسیست­های عفونی [20-19]؛ و 3) انتقال مادرزادی (به ویژه در اولین بارداری) هنگامی که زن باردار تابحال با انگل مواجهه نداشته و فاقد آنتی‌بادی­های اختصاصی در سرم است؛ در این صورت تاکی­زوآیت­ها با عبور از جفت وارد جنین شده و بسته به زمان رخداد آلودگی طی دوره بارداری، عوارض جبران­ناپذیری در جنین پدید می­آورند [21].
بیماری­زایی و تابلوی بالینی
1) عفونت اکتسابی حاد و مزمن: پس از اولین مواجهه با انگل و تکثیر مداوم تاکی­زوآیت­ها در سلول­های هسته­دار بدن، آسیب بافتی و نکروز رخ داده که در مجموع فاز حاد بیماری را شکل می­دهند. برخلاف اکثر میکروارگانیسم­ها که به طور غیر­فعالانه (مانند فاگوسیتوز) (Phagocytosis) وارد سلول­های بدن می­شوند، توکسوپلاسما فعالانه وارد شده و بنابراین جهت تهاجم به سلول­ها از گستره وسیعی از ترکیبات ترشحی بهره می­برد [22]. از این رو، اندامک­های ترشحی بسیاری در ناحیه غشای رأسی این تک­یاخته وجود داشته که شامل میکرونم­ها (Micronemes, MIC)، راپتری­ها (Rhoptries, ROP) و گرانول­های سخت (Dense granules, GRA) هستند [23]. اولین گام در تهاجم سلولی، تشخیص سلول میزبان، تمایل و چسبندگی به آن است که توسط پروتئین­های میکرونم تسهیل می­شود. متعاقباً یک تماس نزدیک بین غشاهای پلاسمایی انگل و سلول میزبان موسوم به «اتصال متحرک» (Moving junction) ایجاد شده، که از طریق آن انگل به داخل سلول میزبان می­غلتد. سپس، پروتئین­های ترشحی از راپتری نقش اصلی در تشکیل واکوئل پارازیتوفوروس و دستکاری بیان برخی از ژن­های میزبان را بر عهده دارند. سرانجام، آنزیم­های مترشحه از اجسام سخت در فعال­سازی متابولیک واکوئل پارازیتوفوروس و ایجاد محیطی مناسب جهت تکثیر و تزاید انگل در سلول میزبان ایفای نقش می­کنند [24]. پس از تقسیمات متوالی، سلول میزبان پاره شده و تاکی­زوآیت­های رها شده به دیگر سلول­ها هجوم می­برند. این روند تا زمانی ادامه یافته که سیستم ایمنی فاز حاد را محدود کند، و اینجاست که کیست­های خفته نسجی پدید می­آیند. این کیست­ها که معمولاً در افراد نرمال سه روز پس از ایجاد عفونت تشکیل می­گردند، در حدود هفته هفتم پس از عفونت به حداکثر رسیده و تا آخر عمر فرد باقی می­مانند. پس از تضعیف سیستم ایمنی میزبان، مشابه آنچه در زنان باردار و افراد دچار نواقص مادرزادی یا اکتسابی سیستم ایمنی وجود دارد، کیست­های نسجی مجدد فعال شده و با تبدیل شدن برادی­زوآیت­ها به تاکی­زوآیت عفونت مجدداً ظهور می­کند [25-26].
علائم بالینی فاز حاد بستگی به وضعیت ایمنی میزبان، تغذیه، بارداری، و ... دارد. عفونت اکتسابی تا حد زیادی همراه با لنفادنوپاتی (Lymphadenopathy) (به ویژه در عقده­های لنفاوی عمقی گردن)، سفتی گردن، گلو درد، درد عضلانی، سردرد، و تا حدی درد شکمی است. به دنبال فعال شدن مجدد عفونت، ضایعات چشمی و مغزی بسیار رایج هستند [27].
2) توکسوپلاسموز مادرزادی: از زمانی که Wolf و همکاران در نهایت توانستند این تک­یاخته را طی بررسی کالبد­گشایی یک دختر تازه متولد شده دچار انسفالومیلیت (Encephalomyelitis) و رتینیت (Retinitis) شناسایی کنند، این حالت یک عارضه به خوبی شناخته شده توکسوپلاسموز است [28]. تورگرسون و ماسترویاکوو (Torgerson and Mastroiacovo) نرخ بروز سالیانه توکسوپلاسموز مادرزادی را 190100 مورد تخمین زده‌اند [29]. قبل از تشخیص ژنوتایپ­های توکسوپلاسما، عقیده بر این بود که زنان ایمن در سنین باروری که دارای آنتی‌بادی‌های اختصاصی ضد توکسوپلاسما هستند، جنین­شان هیچ‌گونه عفونتی را کسب نخواهد کرد. هرچند امروز می­دانیم که فرم مادرزادی در چهار حالت رخ می­دهد [30]:
الف) عفونت اولیه طی بارداری؛ سابقاً فرض بر این بود که با گذشت زمان بیش‌تری از بارداری، شانس درگیری جنینی بیش‌تر بوده اما عوارض آن کم‌تر خواهند بود. گرچه درحال حاضر مشخص شده که ژنوتایپ­های غیرعادی حتی در ماه‌های پایانی بارداری می­توانند باعث عفونت­های مادرزادی بسیار شدیدتری شوند.
ب) عفونت همراه با پارازیتمی (Parasitemia) پایدار یک زن با سیستم ایمنی کارآمد مدت کوتاهی قبل از بارداری؛ که به خوبی شناخته شده نیست.
ج) فعال­سازی مجدد عفونت در مادران آلوده به ویروس نقص سیستم ایمنی انسان (Human immunodeficiency virus) یا آن‌هایی که دارای اختلالات ایمونولوژیک مانند لوپوس اریتماتوس سیستمیک (Systemic lupus erythematous) و بدخیمی­های خونی هستند.
د) عفونت مادران ایمن با ژنوتایپ­های عادی و متعاقباً چالش با ژنوتایپ­های غیرعادی طی بارداری، که این حالت اخیراً شناخته شده است. چنین مواردی عمدتاً ساکن کشورهایی هستند که در آن‌ها معمولاً تیپ دو انگل شایع­تر بوده اما از طریق بازدید از کشورهای دارای ژنوتایپ­های غیرعادی یا مصرف محصولات گوشتی آلوده وارداتی از این کشورها، عفونت را کسب می­کنند.
پس از ایجاد آلودگی در زن باردار، تاکی­زوآیت‌ها وارد جریان خون بند ناف شده، ضایعات کانونی در جفت ایجاد کرده و جنین را آلوده می­کنند. در ابتدا، مجموع اندام‌های جنینی درگیر می­شوند، اما در ادامه عفونت از بافت­های احشایی به سمت سیستم اعصاب مرکزی محدود می­شود. در کودکان دچار عفونت مادرزادی علائم گسترده­ای دیده شده که شامل کاهش نسبی دید فرد به دنبال رتینوکوروئیدیت (Retinochoroiditis)، تشنج­، کلسیفیکاسیون (Calcification) مغزی و هیدروسفالی (Hydrocephaly) هستند. رایج­ترین عارضه توکسوپلاسموز مادرزادی درگیری چشمی است و کم‌ترین اما وخیم‌ترین عارضه آن هیدروسفالی است [31].
3) توکسوپلاسموز چشمی: پس از درگیری اولیه سلول‌های اپیتلیال روده، توکسوپلاسما همراه جریان خون در بدن میزبان پخش شده که قادر به عبور از سدهای خونی مانند سد خونی-چشمی است. شیوع جهانی توکسوپلاسموز چشمی شامل 4 تا 18 درصد بوده که در تمامی مبتلایان التهاب لایه عروقی چشم دیده می­شود. علامت رایج عفونت چشمی التهاب توأم شبکیه-مشمیمه نکروزان است که البته بسته به مادرزادی یا اکتسابی بودن عفونت، ژنوتایپ انگل، وضعیت ایمنی میزبان و شرایط التهابی بافت اشکال مختلفی دارد. معمولاً در مجاورت ضایعات شبکیه‌ای حاد، جای زخم‌های قدیمی نیز دیده شده که بیان‌گر عود موارد چشمی است [32]. تفریق بین بیماری چشمی اکتسابی یا مادرزادی بسیار دشوار است؛ برخی مطالعات ذکر کرده­اند که ضایعات چشمی توکسوپلاسموز مادرزادی، بیش‌تر در مرکز شبکیه قرار دارند که با احتمال بیش‌تری نیز منجر به کوری فرد خواهند شد. شدت عوارض چشمی در افراد دچار نقص سیستم ایمنی و نیز افراد مسن بیش‌تر است [33].
4) توکسوپلاسموز در افراد دچار نقص سیستم ایمنی: شرایطی که بدن دچار ضعف ایمنی شده شامل ایدز، پیوند عضو یا بافت، شیمی درمانی سرطان و غیره، شرایط را جهت ایجاد توکسوپلاسموز کشنده مهیا می­کند که عمدتاً در پی فعال­سازی مجدد کیست­های نسجی و ظهور مجدد بیماری رخ می­دهد. در افراد ایدزی کیست­های بافتی در مغز فعال شده که باعث انسفالیت مخرب همراه با علائمی مانند عدم تعادل، سر درد، اختلال در صحبت کردن، اختلالات عصب جمجمه­ای، فلجی یک­طرفه بدن، خواب­آلودگی، تشنج، تغییر وضعیت روحی و حتی مرگ فرد همراه خواهد بود [34]. افرادی که دریافت­کننده پیوندهای قلب، کلیه، مغز استخوان و سلول­های بنیادی خون‌ساز هستند، نیز ممکن است به دلیل فعال شدن مجدد کیست­ها دچار عفونت سیستم اعصاب مرکزی یا ریوی شوند. ندرتاً درمان سرکوب­گرانه سیستم ایمنی در یک فرد گیرنده عضو/بافت دارای تیتر آنتی‌بادی ضد انگل نیز به فعال شدن مجدد عفونت نهفته کمک می­کند [35].
5) توکسوپلاسموز و ارتباط احتمالی با سایر بیماری­ها: شاید اولین فرضیه­ها در این مورد به حدود دهه 1950 میلادی باز می­گردد که به ارتباط احتمالی بین توکسوپلاسموز و شیزوفرنی (Schizophrenia) اشاره شده است [36]. مطالعات مختلف بیان کرده­اند که نسبت شانس (Odd ratio, OR) وجود آلودگی توکسوپلاسموز در افراد مبتلا به شیزوفرنی 7/2 برابر بیش‌تر از افراد سالم گروه شاهد است (OR = 2.7) [37]. مطالعات متاآنالیز (Meta-analysis) نشان دادند که از نظر آماری، نسبت شانس معناداری از نظر شیوع سرمی IgG ضد توکسوپلاسما با افراد مبتلا به شیزوفرنی (OR = 1.81)، اختلال دو قطبی (OR = 1.52)، اعتیاد (OR = 1.91) و اختلال وسواس فکری-عملی (OR = 1.96) وجود دارد [38-39]. فرضیه­های مختلفی به شرح علیت این ارتباط پرداخته­اند؛ به طور کلی شواهد نشان می‌دهند که بر هم خوردن تعادل سایتوکاینی و التهاب بافت عصبی به دنبال عفونت مزمن توکسوپلاسموز باعث تغییر در متابولیسم ناقلین عصبی (Neurotransmitters)، متابولیسم تریپتوفان (Tryptophan)، عملکرد سیستم ایمنی و مقادیر هورمون­ها در گردش خون می­شود. این انگل نه تنها مستعد‌کننده فرد به شیزوفرنی است، بلکه علائم شیزوفرنی در افراد دارای تیتر ایمونوگلوبولین G (IgG) ضد انگل واضح­تر و شدیدتر است [40]. به طور کلی افراد شیزوفرنیک آلوده به این انگل بیش‌تر دچار دوره­های افسردگی و شیدایی شده، بیش‌تر اقدام به خودکشی کرده و نیاز به دوزهای بالایی از داروهای ضد روان­پریشی دارند [41]. در مطالعه دیگری نیز ارتباط مثبت معناداری بین عفونت مزمن توکسوپلاسموز و تصادفات جاده­ای (OR = 1.69) و تلاش برای خودکشی (OR = 1.39) مشخص شد [42]؛ با این حال، تأثیر مستقیم تغییرات بیوشیمیایی ناشی از عفونت انگلی در مغز که در بالا ذکر شد، و یا حتی دخیل بودن نوع ژنوتایپ توکسوپلاسما بر روی خودکشی یا تصادفات هنوز امری چالش­ برانگیز است. در زمینه ارتباط بین توکسوپلاسموز و بیماری‌های مزمن خودایمن مانند آرتریت روماتوئید (Rheumatoid arthritis) فرضیه­هایی مطرح شده است از جمله اینکه درمان سرکوب­کننده سیستم ایمنی (مانند تجویز فاکتور نکروز­دهنده تومور آلفا (Tumour necrosis factor-α)) در این بیماران، مستعد­کننده توکسوپلاسموز مغزی است؛ از طرف دیگر، مطالعات نشان داده­اند که این عفونت انگلی، بیان سایتوکاین اینترلوکین 17 (IL-17) را در مبتلایان به آرتریت روماتوئید افزایش می­دهد و از آن‌جا که این سایتوکاین در بیماری‌زایی بسیاری از بیماری­های خود­ایمنی (Autoimmunity) دخیل است، وجود ارتباطی معنادار بین توکسوپلاسموز و آرتریت روماتوئید قابل پیش­بینی خواهد بود [43]. هم‌چنین توکسوپلاسموز احتمالاً با دیابت نوع 2 نیز مرتبط نشان داده شده است و شواهدی متعددی نیز در این باره وجود دارد [22-44]؛ در این زمینه، پرخوری به دلیل تغییرات رفتاری ناشی از دست‌کاری مسیر دوپامینی (Dopaminergic) توسط توکسوپلاسما از علل احتمالی وقوع دیابت نوع 2 با واسطه توکسوپلاسموز شناخته شده است.
وضعیت کلی شیوع توکسوپلاسموز
به طور میانگین تخمین زده می­شود که 30-25 درصد جمعیت جهان آلوده به توکسوپلاسما هستند؛ هرچند شیوع سرمی (Seroprevalence) بین کشورهای مختلف از 10درصد تا 80 درصد متفاوت است. مقادیر پایین شیوع سرمی (30-10 درصد) در جنوب شرقی آسیا، آمریکای شمالی و شمال اروپا وجود دارد؛ در حالی که بیش‌ترین مقادیر شیوع سرمی در کشورهای گرمسیری قاره آفریقا و در آمریکای لاتین مشاهده می­شود [45]. لازم به ذکر است که میزان شیوع سرمی توکسوپلاسما با افزایش سن بالا می‌رود، چون احتمال مواجهه با آلودگی بیش‌تر است. طی مطالعه صورت گرفته در سال 2017 در مجموع تخمین زده شده که میزان شیوع کلی توکسوپلاسما گوندی در میزبان‌های مختلف در ایران 37 درصد (فاصله اطمینان 95 درصد = 43–31درصد) می­باشد [46]. عوامل خطر متعددی در شیوع نسبتاً بالای انگل در کشور دخیل دانسته شده­اند. سرکوب پاسخ­های ایمنی میزبان، مصرف منابع آبی غیر‌مطمئن، میوه و سبزی‌جات خوب شسته نشده و آلوده به اووسیست، نگهداری گربه به عنوان حیوان خانگی، خوردن گوشت خام و تماس مستقیم با گوشت یا احشای حیوانات مبتلا در بین عوامل خطری هستند که مستقیماً بر بروز عفونت تأثیر می‌گذارند. از نظر آب و هوا، هر عامل جوی، مانند رطوبت مناسب، که باعث تسهیل اسپورولاسیون اووسیست­های دفع­ شده همراه مدفوع گربه شوند، به بقاء و انتشار عامل عفونی در محیط و متعاقباً مواجهه بیش‌تر انسان و حیوانات با انگل کمک می­کنند. به‌علاوه، برخی عوامل خطر مانند شغل، جنسیت، محل اقامت و میزان تحصلات به صورت غیر­مستقیم مؤثر بوده و باعث تغییر در الگوی شیوع عفونت می­­شوند. دو عامل خطر شامل تماس با گربه و محل اقامت در بین جمعیت عمومی ایران و جمعیت زنان باردار ایران به طور قابل ملاحظه­ای همبستگی دارند [45-21]. فراوانی گربه­ها و حیوانات شکار آلوده، بقای بالای اووسیست در خاک مرطوب، تعدد جوامع روستایی، فقدان سواد کافی در حوزه بهداشت فردی و محیط و دسترسی ناکافی به منابع بهداشتی توجیه­کننده شیوع 39 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 46 – 33 درصد) عفونت در جمعیت عمومی ایران است [45].
زنان باردار ایرانی یکی از گروه­های مهم در معرض خطر عفونت بوده که که میزان شیوع سرمی در آن‌ها 41 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 45– 36 درصد) تخمین زده شده است. مهم‌ترین عوامل خطر معنادار عفونت توکسوپلاسموز در زنان باردار ایران محل زندگی و تماس با گربه شناخته شده­اند [21]. در مجموع، میزان شیوع سرمی توکسوپلاسموز در زنان باردار و زنان در سنین باروری در قاره‌های آمریکای جنوبی (5/77 – 1/6 درصد) و آفریقا (2/75 – 3/25 درصد) حاکی از بومی بودن عفونت در این مناطق است [47]. دیگر گروه در معرض خطر توکسوپلاسموز، افراد دچار نقص سیستم ایمنی هستند. همان‌طور که ذکر شد، در این گروه از افراد با توجه به نقص پاسخ­های ایمنی بدن فعال‌سازی مجدد کیست­های نسجی و ظهور مجدد بیماری رخ داده و از ­این­رو، شیوع عفونت توکسوپلاسموز در این افراد بالاتر خواهد بود. طبق نتیجه یک برآورد متاآنالیز، میزان شیوع کلی عفونت در این افراد در ایران 50 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 56 – 44 درصد) ارزیابی گردیده است که از این بین بیش‌ترین گروه در معرض خطر افراد دارای پیوند عضو (55 درصد) و افراد ایدزی (50 درصد) و افراد مبتلا به سرطان (45 درصد) بودند [48].
خطر انتقال عفونت توکسوپلاسما از طریق انتقال خون از افراد به ظاهر سالم و بدون علامت که در واقع حاملین عفونت هستند، به ویژه در مناطق بومی عفونت، بار و مسئولیت بیش‌تری را وارد می­کند. میزان شیوع توکسوپلاسموز در اهداء کنندگان خون در ایران 33 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 42-24 درصد) برآورد شده است. در سراسر جهان، بیش‌ترین و کم‌ترین شیوع عفونت در بین جمعیت اهداء کنندگان خون به ترتیب مربوط به قاره‌های آفریقا و آسیا با میزان شیوع 46 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 78 –14 درصد) و 29 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 35 –23 درصد) است [10]. با این حال، طبق یک مطالعه مروری نظام‌مند و متاآنالیز جهانی، برآورد میزان شیوع توکسوپلاسموز در اهدا­ء کنندگان خون در جهان عمدتاً مبتنی بر تست­های سرولوژیک بوده که شاخص چندان مناسبی جهت پی بردن به عفونت فعال نیست [10-46]. محصولات خونی معمولاً برای افراد تالاسمیک، پذیرندگان اهدای عضو و نیز افراد دچار کم خونی و سایر اختلالات خونسازی مورد نیاز هستند. به‌علاوه، انتقال خون یک نیاز اصلی و بالقوه طی اعمال جراحی است. بنابراین انتقال خون به افراد کم خون، تالاسمیک و پذیرندگان اهدای عضو ممکن است همراه با پیامدهای عفونی پس از عمل باشد [49]. برخی عوارض طی اهدای خون آلوده به توکسوپلاسما گزارش شده که شامل فعال شدن مجدد توکسوپلاسموز در افراد دچار نقص سیستم ایمنی (افراد آلوده به HIV و گیرنده عضو) و پذیرنده انتقال آلوژن (Allogen) که به ویژه دچار بیماری پیوند در مقابل میزبان (Graft versus host disease) بوده و بیماری منتشره همراه با مرگ و میر بالا در موارد انتقال خون بند ناف می­باشد [51-50]. تا به حال، هیچ تست غربال‌گری پیش از انتقال خون به جهت عفونت ناشی از توکسوپلاسما گوندی وجود ندارد. بنابراین گروه­های فوق­الذکر جمعیت­هایی بسیار حساس به شمار آمده که بالقوه در خطر توکسوپلاسموز حاد و مزمن ناشی از انتقال خون قرار دارند.
افرادی که همودیالیز (Hemodialysis) انجام می­دهند نیز دیگر گروه در معرض خطر توکسوپلاسموز را تشکیل می‌دهند. افزایش سطح اوره (Urea) خون در افرادی که از بیماری مزمن کلیوی رنج می­برند، ممکن است به حدی برسد که در واسطه‌های سلول­های ایمنی بدن مانند لوکوسیت­های چند‌هسته­ای (Polymorphonuclear leukocytes)، پلاکت­ها (Plateletes) و نیتریک اکساید (Nitric oxide) اختلال ایجاد کند؛ در نتیجه، با تضعیف سیستم ایمنی بدن ریسک ایجاد عفونت­های فرصت­ طلب بالا می­رود. نتایج یک مطالعه متاآنالیز در سال 2018 نشان داد که میزان عفونت توکسوپلاسموز در این دسته از افراد در مقایسه با گروه شاهد نسبتاً بالا و حدود 58 درصد است. بنابراین ریسک عفونت و ایجاد پیامدهای وخیم آن مانند آنسفالیت در این گروه از افراد وجود دارد، پس باید توجه بیش‌تری به وضعیت بهداشت شخصی و غذایی خود داشته باشند [52].
توکسوپلاسموز در دام‌پزشکی به عنوان عاملی برای مرده‌زایی، سقط جنین و مومیایی شدن آن در نشخوار کنندگان کوچک مانند گوسفند و بز بوده که خسارات اقتصادی قابل­ملاحظه­ای به صنعت دام‌پروری وارد می­کند. علی­رغم رعایت فرآیند پاستوریزاسیون (Pasteurization) شیر و محصولات لبنی که باعث نابودی انگل­ می­شود، اما گزارش‌هایی از انتقال عفونت طی مصرف شیر خام بز و محصولات جانبی آن مانند پنیر و آب پنیر وجود دارد [53]. میزان شیوع سرمی توکسوپلاسموز در بین نشخوارکنندگان ایران به ترتیب 31 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 35 – 26 درصد) مربوط به گوسفند، 27 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 42 – 14 درصد) در بز و 18 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 28 – 10 درصد) در گاو تخمین زده شده است [55-54]. بیش‌ترین و کم‌ترین میزان شیوع در نشخوارکنندگان کوچک به ترتیب مربوط به استان‌های مازندران (95 درصد) و خراسان (5 درصد) بود. از آنجا که گوسفند و بز چرای آزادانه دارند، مواجهه آن‌ها با مراتع عفونی محتمل است که در این بین حیوانات مسن­تر به دلیل استمرار چرا و مواجهه بیش‌تر با عفونت، آلوده­تر هستند. گرچه در این بین، میزان آلودگی در گوسفندان بیش‌تر از بزهاست؛ این موضوع بیان می­کند که گوسفندان به عفونت بیش‌تر حساسند و البته عادت سرشاخه­خواری بزها باعث مصونیت نسبی آن‌ها در برابر این عفونت می­گردد [55]. در مورد شیوع سرمی عفونت در گاوها، بیش‌ترین موارد در استان تهران (3/71 درصد) و کم‌ترین در استان کرمان (4/1 درصد) گزارش شده بود. لازم به ذکر است که به طور کلی شیوع عفونت در گاوها در کل دنیا پایین و حدود 9 درصد می­باشد. با این حال، باید این نکته را مد نظر داشت که علیرغم وجود شیوع سرمی در گاوها، جداسازی کیست­های انگل از عضلات گاو یا بوفالو به ندرت صورت گرفته است؛ از طرف دیگر، طبق نتایج مطالعات مورد-شاهدی، خوردن گوشت ناپز و حتی شیر نجوشیده گاو ممکن است ریسک توکسوپلاسموز انسانی را افزایش دهد [54]. گربه­سانان به عنوان میزبان نهایی نقشی حیاتی در عفونت توکسوپلاسموز ایفاء می­کنند، به طوری که از طریق دفع اووسیست همراه با مدفوع خود زمینه­ساز آلودگی محیط زیست، آب و غذا می‌شوند. خوردن تنها یک برادی­زوآیت کافی است تا گربه­ای عفونت را کسب کند. گربه­سانان گرچه تنها مدت زمانی کوتاه (حدود 2-1 هفته) دافع انگل هستند، اما طی همین مدت میلیون­ها اووسیست دفع می­کنند. طبق مطالعه­ای مروری مشخص شده که میزان شیوع عفونت در گربه­ها به عنوان میزبان قطعی توکسوپلاسما در کشور ایران 6/33 درصد (95 درصد فاصله اطمینان = 46 –22 درصد) بوده [56] که مطابق با میزان شیوع سرمی توکسوپلاسموز در گربه­های اهلی در جهان به میزان 5/37 درصد (فاصله اطمینان 95 درصد = 7/34 - 3/40 درصد) است [57].
تشخیص
یکی از قدیمی­ترین روش­های تشخیص انگل تلقیح به حیوان حساس آزمایشگاهی است. در این روش بافت­های آلوده یا مشکوک به آلودگی را توسط پپسین (Pepsin) هضم کرده و سپس همراه با آنتی­بیوتیک (پنی­سیلین/ استرپتومایسین) (Penicillin/Streptomycin) به موش تزریق می­شوند. حیوانات آزمایشگاهی حساس به توکسوپلاسموز حاد شامل موش، هامستر (Hamster)، خوکچه هندی (Guinea pig)و خرگوش هستند، اما موش‌های بالغ مقاوم بوده و بیش‌تر جهت مطالعه توکسوپلاسموز مزمن به کار می­روند [58]. مشاهده تاکی‌زوآیت­ها در مقاطع بافتی (مثل بیوپسی (Bioassay) از میوکارد در دریافت­کنندگان پیوند قلب) و اسمیر (مثل لاواژ مایع آمنیوتیک (Amniotic lavage)، آسپیره مغز استخوان (Bone marrow aspiration) و بیوپسی مغزی (Brain biopsy)) توسط تکنیک­های آنتی‌بادی فلوئورسنت (Fluorscent antibody) و رنگ­آمیزی ایمونوهیستوشیمی (Immunohistochemistry staining) اثبات­کننده تشخیص توکسوپلاسموز حاد است. [27] وجود کیست بافتی در جفت یا بافت­های نوزادی تأییدکننده عفونت مادرزادی است. در کنار این روش، معمولاً از روش­های تشخیصی تکمیلی مانند تکنیک­های سرولوژی (Serology) و مولکولی نیز استفاده می‌شود [59].
تشخیص سرولوژیک عفونت عمدتاً متکی بر شناسایی تیتر آنتی‌بادی­هایی مانند ایمونوگلوبولین G (IgG)، IgM، IgA و IgE است. انواعی از روش­های سرولوژیک مانند تست رنگی سابین-فلدمن (Sabin-Feldman)، آزمون هماگلوتیناسیون غیر مستقیم (Indirect haemagglutination test)، آزمون ثبوت مکمل (Complement fixation test)، آزمون فلوئوررسنت آنتی‌بادی غیر­مستقیم (Indirect fluorescent antibody test)، روش سنجش جذب ایمنی (Immunosorben assay)، تست پوستی و آزمون الایزا (ELISA) جهت تشخیص توکسوپلاسموز وجود دارند، یکی از پرکاربرد­ترین و حساس­ترین روش­ها، الایزا است که حتی در تشخیص عفونت مادرزادی نیز ارزش بالاتری از IgM-IFA دارد. آنتی‌بادی­های ضد هسته و فاکتور روماتوئید (Rheumatoid factor) در این آزمایش پاسخ مثبت کاذب ایجاد نمی­کنند [60]. یکی از مشکلات تفسیر نتایج مربوط به IgG-ELISA مربوط به تیترهای بسیار کم IgG (موسوم به منطقه خاکستری) است. در اکثر موارد، این تیتر­های بسیار پایین در حقیقت مربوط به IgG اختصاصی بوده اما این مورد را به ویژه باید در اهداء کنندگان یا دریافت­کنندگان عضو کاملاً مشخص کرد. این تیترهای کم را باید توسط آزمون رنگی و یا هم‌چنین با روش­های دیگری مانند روش حساس وسترن­بلات (Western blot) تأیید کرد. مشکل دیگر، تفسیر نتایج مربوط به تیترهای IgM است، که ویژگی آن را باید توسط یک تکنیک ثانویه تأیید کرد [61]. تشخیص IgM، دیگر شاخصی از عفونت جدید یا اخیر نیست، مگر اینکه تیترهای بسیار بالا از آن وجود داشته باشد و البته باید به تأیید آزمایشگاه مرجع برسد. بنابراین، در حال حاضر بهترین روش تأیید یا رد کردن عفونت جدید، شناسایی میزان IgG avidity است. روش اخیر متکی بر افزایش پیشرونده تمایل آنتی‌بادی به آنتی­ژن هدف خود طی دوره ایمنی طبیعی پس از عفونت است. میزان قدرت اتصال آنتی‌بادی را می­توان با استفاده از الایزا و با افزودن یک مرحله شست­و­شو با بافر جدا­کننده (معمولاً اوره) که آنتی‌بادی با تمایل پایین عفونت اخیراً کسب­شده را حذف می­کند، سنجید. تیتر منتج شده از IgG قابل شناسایی جهت محاسبه نسبتی از تیترهایی که از نمونه­های تیمار شده و تیمار ­نشده به دست آمده­اند، به کار می­رود. در اغلب تست‌های تجاری با این روش، وجود تمایل بالا بیان‌گر رد احتمال عفونت کسب شده طی 4 ماه گذشته بوده، و بنابراین، زمانی که طی اولین سه‌ماهه بارداری انجام شود، احتمال اخذ عفونت را طی دوران بارداری رد می­کند. با این حال، زمانی که نسبت تمایل کم یا متوسط است، نمی‌توان قطعاً احتمال عفونت طی 4 ماه گذشته رد کرد، حتی احتمال عفونت جدید هم هست مگر این‌که شاخص به‌شدت پایین باشد [62]. این تست معمولاً در زنان باردار مثبت از نظر هر دو آنتی‌بادی IgM و IgG و غالباً طی اولین سه­ماهه بارداری کاربرد دارد. راه دیگر پی بردن به فاز عفونت، بررسی تیتر IgG در دو نمونه سرم اخذ شده در فواصل 3 هفته­ای و بدون درمان اختصاصی ا­ست؛ تیترهای فزآینده IgG بیان‌گر عفونت کسب­شده طی کم‌تر از 2 ماه قبل از اولین نمونه­گیری است [63].
کینتیک (Kinetics) تولید IgA مشابه IgM بوده و پس از IgM به اوج رسیده و به مدت 4-3 ماه ادامه دارد. حضور IgA ضد توکسوپلاسما همراه با IgM اختصاصی بیان‌گر عفونت حاد است، چون تولید این آنتی‌بادی طی ایمنی اکتسابی متداول نبوده و از طرفی به ندرت در عفونت مزمن توکسوپلاسموز دیده می­شود. از طرف دیگر، عدم حضور این آنتی‌بادی نیز دلیلی بر عدم وجود عفونت حاد نیست و نتایج بیش‌تر وابسته به زمان خون‌گیری است. در آغاز عفونت حاد و در پایان عفونت نمی­توان این آنتی‌بادی را ردیابی کرد. در مجموع شناسایی این آنتی‌بادی در تشخیص توکسوپلاسموز اکتسابی و مادرزادی کمک­کننده است. شناسایی IgE اختصاصی نیز علی­رغم اینکه با اوایل فاز حاد عفونت یا توکسوپلاسموز مجدد فعال شده همبستگی نشان داده است، اما فقدان آن نیز رد کننده فاز حاد عفونت نیست [66-64].
هم‌چنین انواعی از روش­های تصویربرداری از جمله توموگرافی کامپیوتری (Computed tomography)، تصویر سازی تشدید مغناطیسی (Magnetic resonance imaging)، تصویربرداری هسته­ای و اولتراسونوگرافی (Ultra sonography) جهت تشخیص توکسوپلاسموز مغزی (انسفالیت) مثمر ثمر هستند [60]. شکل 2 خلاصه­ای از روش­های تشخیصی توکسوپلاسموز را ارائه می­دهد.

 

شکل 2- خلاصه­ای از روش­های تشخیصی توکسوپلاسموز
 

درمان
درمان کلاسیک توکسوپلاسموز شامل آنتی­بیوتیک­ها (سولفادیازین (Sulphadiazine)، اسپیرامایسین (Spiramycin) و کلیندامایسین (Clindamycin)) یا داروهای با فعالیت ضد مالاریایی (پیریمتامین (Pyrimethamine) و اتوواکون (Atovaquone)) است. متأسفانه اکثر این داروها صرفاً بر روی تاکی­زوآیت­های انگل که عامل ایجاد بیماری حاد هستند، مؤثرند در­ صورتی‌که هنوز دارویی مؤثر علیه فرم کیستی توکسوپلاسما وجود ندارد [67]. درمان توصیه ­شده توکسوپلاسموز شامل ترکیبی از پیریمتامین و سولفادیازین به همراه فولینیک اسید (Folinic acid) است که در افراد مبتلا به ایدز و نیز در موارد توکسوپلاسموز مادرزادی و چشمی کاربرد دارد. پیریمتامین و سولفادیازین برای انسان سمیت سلولی داشته و منجر به تحلیل مغز استخوان می­شوند، به همین دلیل از فولینیک اسید به صورت مکمل استفاده می­شود [68-69]. در افرادی که به سولفادیازین واکنش حساسیتی نشان می­دهند، ترکیب پیریمتامین و کلیندامایسین به عنوان جایگزین بکار می­رود [70]. ترکیب دارویی دیگر شامل تریمتوپریم (Trimethoprim) و سولفامتوکسازول (Sulphamethoxazole) بوده که جهت پیشگیری در ایدزی­ها به ویژه افرادی که تعداد سلول­های T CD4⁺ آن‌ها کم‌تر از 200 عدد در میلی متر مکعب خون است، تجویز می‌شوند. درمان با این ترکیب دارویی کارآیی ترکیب فوق (پیریمتامین و سولفادیازین) را نداشته ولی قادر به پیشگیری از انسفالیت در مبتلایان به نقص سیستم ایمنی است [71]. در موارد ازدیاد حساسیت با این ترکیب، می­توان از ترکیب داپسون (Dapsone) و پیریمتامین یا اتوواکون بهره جست. یکی از بهترین ترکیبات دارویی ترکیب داپسون و دیکلازوریل (Diclazurile) (یک داروی ضد کوکسیدیوز) است که اخیراً در مطالعات درون­تنی (In vivo) بسیار مؤثر بوده است [72].
از زمان آغاز بارداری، معمولاً قبل از انتقال مادرزادی آلودگی به جنین، تجویز اسپیرامایسین می­تواند از انتقال مادرزادی عفونت جلوگیری کند. با این حال، اسپیرامایسین قابلیت عبور از جفت نداشته و مادامی که عفونت وارد جنین شود، باید از ترکیب پیریمتامین و سولفادیازین همراه با فولینیک اسید (پس از اولین سه­ماهه آبستنی) بهره برد؛ لازم به ذکر است که استفاده از این ترکیب قبل از سه ماه اول بارداری منجر به ناقص­الخلقه­زایی (Teratogenesis) در جنین می­شود [73]. جدول 2 خلاصه­ای از ترکیبات دارویی مورد استفاده علیه توکسوپلاسموز را بیان می­کند [74].

 
جدول 1- خلاصه­ای از درمان‌های رایج ضد توکسوپلاسما [72]

مهار عملکرد سلولی	هدف دارویی	داروها
بیوسنتز اسید فولیک	آنزیم دی هیدروپتروآت سنتاز   آنزیم دی هیدروفولات ردوکتاز	سولفادیازین، سولفامتوکسازول و دیگر سولفونامیدها، داپسون پیریمتامین و تریمتوپریم
سنتز پروتئین	زیر واحد 50S ریبوزوم	آنتی‌بیوتیک­های ماکرولید: اسپیرامایسین و ... آنتی‌بیوتیک­های لینکوزامید: کلیندامایسین و ...
سیستم انتقال الکترون میتوکندری	مجموعه سیتوکرومی bc1	آتوواکون

 

پیشگیری و واکسیناسیون
اقدامات عمومی جهت پیشگیری از این عفونت شامل پرهیز از آشامیدن منابع آبی تصفیه نشده، پوشیدن دستکش هنگام باغبانی، شستن دست­ها با آب و صابون پس از تماس با خاک، استفاده از غذاهای تجاری و سبزیجات پخته شده برای گربه‌های خانگی، پرهیز از تماس زن باردار با گربه­ها، پختن کامل گوشت (145 تا 165 درجه سانتی‌گراد)، جوشاندن کامل شیر بز و گاو و نیز شستن/ پخت کامل سبزی‌جات و میوه­ها است [75].
واکسیناسیون (Vaccination) رویکردی است که تا حد زیادی خطر انتقال بیماری را کاهش داده و از اثرات آن می‌کاهد. پس از اولین عفونت با توکسوپلاسما و ایجاد پاسخ ایمنی، بدن نسبت به مواجهات بعدی با این انگل مصونیت پیدا کرده و در نتیجه واکسیناسیون رویکردی قابل اطمینان جهت پیشگیری و کنترل بیماری خواهد بود [76]. هرچند، علی­رغم تعداد بسیار زیاد مطالعاتی که در ایران و جهان به بحث واکسیناسیون علیه توکسوپلاسموز پرداخته­اند، امروزه تنها فقط یک واکسن موسوم به توکسوواکس (Toxovax) وجود دارد که از سقط جنین توکسوپلاسمایی در گوسفندان جلوگیری می­کند [77]. بی­شک، کارآیی یک واکسن کاملاً متکی بر دانش و شناخت ما از پاسخ ایمنی میزبان علیه جرم تک­یاخته­ای است [78]. جزء کلیدی ایمنی محافظتی علیه توکسوپلاسما، سایتوکاین اینترفرون گاما (Interferon gamma, IFN-γ) است که از هر دو جنبه ایمنی ذاتی و اکتسابی با­ اهمیت است. تولید این سایتوکاین منجر به تنظیم پاسخ­های ضد­میکروبی، شامل بیان نیتریک اکساید سنتاز القاء شونده (inducible nitric oxide synthase) و تولید NO و رادیکال­های فعال اکسیژن (Reactive oxygen species) می‌گردد که همگی باعث مهار تکثیر داخل سلولی انگل می‌شوند [79]. جهت ایجاد یک پاسخ محافظتی IFN-γ، بایستی ماکروفاژهای فعال شده (Activated macrophages) نوتروفیل­ها (Neutrophils) و سلول‌های دندریتیک (Dendritic cells) تحریک شوند تا اینترلوکین 12 (IL-12) تولید کنند. در اوایل عفونت، IL-12 تولید شده از سلول­های میلوئید (Myeloid) تحریک ­شده منجر به تحریک تکثیر سلول­های کشنده طبیعی (Natural killer) به عنوان بخشی از پاسخ ایمنی ذاتی می­شود [80]. مصونیت طولانی ­مدت علیه انگل نیازمند فعال‌سازی سلول­های T CD4⁺ و T CD8⁺ است. مجموعه این سلول­های T و سلول‌های NK میزان زیادی IFN-γ تولید نموده تا پاسخ محافظتی Th1 را علیه فاز حاد و باز فعال شده انگل القاء کنند. هم‌چنین این سلول­ها پاسخ آنتی‌بادی (ایمنی هومورال) را نیز القاء کرده که بیماری حاد را محدود می­سازد [81]. سلول­های دندریتیک و ماکروفاژها، به عنوان سلول‌های عرضه­کننده آنتی­ژن (Antigen presenting cells)، سلول­های آلوده به انگل را شناسایی نموده و از طریق افزایش بیان کموکاین­هایی مانند پروتئین 1 جاذب شیمیایی مونوسیت (CCL2: Chemokine ligand 2) و پروتئین 2 –آلفا التهابی ماکروفاژ (CXCL2)، باعث فراخواندن مونوسیت‌ها (Monocytes) و نوتروفیل­ها و تولید IFN-γ توسط آن‌ها می­شوند. مشخص شده که در مغز سلول­های T CD8⁺ فراخوانده شده توسط IFN-γ، از طریق ترشح پروتئین لیز سلولی پرفورین (Perforin) باعث از بین رفتن کیست‌های خفته انگل می­شوند [83-82].
واکسیناسیون در حوزه انسانی بیش‌تر معطوف به جلوگیری از انتقال مادرزادی توکسوپلاسما است. با راه­اندازی پایگاه داده ToxoDB (http: //www.toxodb.org) اطلاعات جدیدی درباره ژنوم اکثر سویه­های انگل در اختیار قرار گرفته که به تعیین الگوریتم­های پیشگیرانه برای اپی‌توپ‌های محافظتی انگل کمک شایانی نموده است [9]. با استفاده از ابزارهای بیوانفورماتیک (Bioinformatics) و رویکرد immunosense می­توان اپی­توپ­های ایمنی­زای (Immunogenic Epitopes) کاندید واکسن را به خوبی شناسایی کرده و از آن‌ها جهت برانگیختن پاسخ ایمنی قوی بهره برد [84]. چالش­های کلیدی در حوزه واکسیناسیون انسانی به چگونگی برانگیختن پاسخ ایمنی توسط انگل غیر ­زنده و نیز وجود یک مدل واکسیناسیون مناسب بر می­گردد. از آنجا که بیماری مادرزادی در زنان و گوسفندان مشابه هم است، شاید گوسفند را بتوان به عنوان یک مدل مناسب جهت کارآزمایی­های واکسیناسیون مادرزادی در انسان معرفی کرد [85، 9].
ساختار جمعیت انگل نیز یکی دیگر از فاکتورهایی است که جهت طراحی و پیاده­سازی استراتژی­های واکسیناسیون باید بدان توجه کرد. جمعیت کلونال (Clonal) توکسوپلاسما گوندی که شامل سه ژنوتایپ تیپ I، II و III می­شوند، غالباً در آمریکای شمالی و اروپا حاکم بوده، درحالی‌که ژنوتایپ‌های غیرعادی عمدتاً در آمریکای مرکزی و جنوبی به چشم می‌خورند [86]. شناخت بیولوژی این ژنوتایپ­ها و در صورت امکان شناسایی آنتی­ژن­های ایمنی­زا مشترک بین همه ژنوتایپ­هایی که منجر به بیماری مادرزادی انسانی می­شوند، می­تواند به موفقیت و تجاری­سازی یک برنامه واکسیناسیون علیه توکسوپلاسموز مادرزادی در انسان ختم شود [87].
تابحال استراتژی­های واکسیناسیون متعددی با استفاده از واکسن­های زنده تخفیف حدت یافته، واکسن زنده حذف ژن شده، واکسن پروتئینی، واکسن­های مبتنی بر دئوکسی نوکلئیک اسید (DNA) و یا واکسن­های چند اپی­توپی با استفاده از آنتی­ژن­های مختلف انگل به انجام رسیده که تنها مصونیت نسبی داشته­اند [88]. ارزیابی­ها نشان می­دهد که آنتی­ژن­های MIC 3, 4, 13, RON 5, ROP 2, GRA 1, 6, 8, 14 در تمامی مراحل زندگی انگل بیان شده و در بیماری زایی و ایمنی زایی دخیل هستند؛ بنابراین، شاید بتوان گفت که بهترین کاندیدها جهت واکسیناسیون به شمار می­روند. دیگر آنتی­ژن­ها از جمله ROM 4, MIC 1, 5, ROP 5, 16, 17, 38, GRA 2, 4, 10, 12, 15, 16, RON 4, SAG3 در مراحل تاکی‌زوآیت و برادی­زوآیت بیماری­زا و ایمنی­زا هستند. برخی آنتی‌ژن­ها مانند SAG1, ENO 2, SAG 5D, HSP 70, ROM 1, 5 AMA 1, ROP 18, RON 2, GRA 24 منحصر به تاکی‌زوآیت بوده ولی بیماری‌زایی و ایمنی‌زایی قابل­توجهی دارند که از آن‌ها به عنوان کاندید واکسن استفاده می­شود [89].
در ایران، تا پیش از سال 1391 مطالعات مربوط به ایمنی‌زایی آنتی‌ژن­های توکسوپلاسما و طراحی و ارزیابی کاندیدهای واکسنی بیش‌تر معطوف به تحقیقات صورت گرفته در انستیتو پاستور (Pasteur Institute) ایران و گروه انگل‌شناسی پزشکی، دانشکده علوم پزشکی دانشگاه تربیت مدرس تهران و غالباً به صورت فرمولاسیون کوکتل (Cocktail) یا واکسن DNA یا پروتئینی بود. در ادامه، با تأسیس «مرکز تحقیقات توکسوپلاسموز» (TRC) (http: //www.toxo.mazums.ac.ir) در دانشگاه علوم پزشکی و خدمات بهداشتی درمانی مازندران در سال 1391، بی­شک برگ جدیدی به تاریخچه تحقیقات توکسوپلاسموز در کشور افزوده شد. چشم­انداز این مرکز تحقیقاتی شامل تولید دانش در زمینه توکسوپلاسموز به عنوان قطب آموزشی-پژوهشی در سطح منطقه، توسعه و هدفمند کردن تحقیقات و بهره‌گیری از آن‌ها جهت کنترل بیماری، ایجاد بانک اطلاعاتی توکسوپلاسما در منطقه و استفاده بهینه جهت تولید علم، شناسایی و همکاری علمی و تبادل اطلاعات با مراکز تحقیقاتی داخلی و بین­المللی و تدوین برنامه­های توانمندسازی آموزشی و پژوهشی است. مهم‌ترین اهداف این مرکز انجام تحقیقات در زمینه­های مختلف توکسوپلاسموز (اپیدمیولوژی (Epidemiology)، ژنوتایپینگ (Genotyping)، تشخیص، درمان، واکسیناسیون و ...) و نیز اشاعه فرهنگ تحقیق و کار گروهی بوده است. در حال حاضر، تاکی­زوآیت­ سوش­های استاندارد RH (تیپ 1)، PRU (تیپ 2) و VEG (تیپ 3) توکسوپلاسما جهت همکاری و ارائه به محققان علاقه­مند به حوزه توکسوپلاسموز در این مرکز وجود دارد.
نتیجه‌گیری
بی‌شک توکسوپلاسما گوندی یکی از متداول­ترین انگل‌های زئونوز با شیوع جهانی بوده که به خصوص واجد اهمیت بالینی در زنان باردار و افراد دچار ضعف سیستم ایمنی می‌باشد. اهمیت توکسوپلاسموز از منظر بهداشت عمومی و نیز شیوع قابل توجه آن در جمعیت­های مختلف انسانی و حیوانی در ایران ایجاب می­کند که توجه بیش‌تری به این بیماری داشته باشیم. هنوز زمینه­های تحقیقاتی بسیار گسترده‌ای جهت مطالعات توکسوپلاسموز وجود دارد که از این جمله می­توان به طراحی انواع کیت­های تشخیصی و استراتژی­های واکسیناسیون توسط اپی­توپ­های ایمنی­زا، شناسایی ژنوتایپ‌های متعدد انگل و پیامدهای بالینی و درمانی هریک و نیز تأثیرات جالب توجه ضد توموری انگل توکسوپلاسما گوندی اشاره نمود. با گذشت بیش از یک قرن از توصیف این تک­یاخته بیماری­زا، هنوز راه زیادی در شناخت کامل و همه جانبه توکسوپلاسما وجود دارد.
تشکر و قدردانی
مولفین این پژوهش کمال تشکر و قدردانی خود را از زحمات مجله علمی دانشگاه علوم پزشکی رفسنجان اعلام می­دارند.

 
 
References
 
 

[1] Djurkovic-Djakovic O, Dupouy-Camet J, Van der Giessen J, Dubey JP. Toxoplasmosis: overview from a one health perspective. Food Waterborne Parasitol 2019; 15: e00054.
[2] Molan A, Nosaka K, Hunter M, Wang W. Global status of Toxoplasma Gondii infection: systematic review and prevalence snapshots. Trop Biomed 2019; 36(4): 898-925.
[3] Schlüter D, Däubener W, Schares G, Groß U, Pleyer U, Lüder C. Animals are key to human toxoplasmosis. Int J Med Microbiol 2014; 304(7): 917-29.
[4] Dubey J, Jones J. Toxoplasma Gondii infection in humans and animals in the United States. Int J Parasitol 2008; 38(11): 1257-78.
[5] Dubey JP. The history of Toxoplasma gondii—the first 100 years. J Eukaryot Microbiol 2008; 55(6): 467-75.
[6] Fakhar M, Soosaraei M, Khasseh AA, Emameh RZ, Hezarjaribi HZ. A bibliometric analysis of global research on toxoplasmosis in the Web of Science. Vet World 2018; 11(10): 1409.
[7] Morisset S, Peyron F, Lobry JR, Garweg J, Ferrandiz J, Musset K, et al. Serotyping of Toxoplasma gondii: striking homogeneous pattern between symptomatic and asymptomatic infections within Europe and South America. Microb Infect 2008; 10(7): 742-7.
[8] Howe DK, Sibley LD. Toxoplasma gondii comprises three clonal lineages: correlation of parasite genotype with human disease. J Infect Dis 1995; 172(6): 1561-6.
[9] Kissinger JC, Gajria B, Li L, Paulsen IT, Roos DS. ToxoDB: accessing the Toxoplasma gondii genome. Nucleic Acids Res 2003; 31(1): 234-6.
[10] Foroutan-Rad M, Majidiani H, Dalvand S, Daryani A, Kooti W, Saki J, et al. Toxoplasmosis in blood donors: a systematic review and meta-analysis. Transf Med Rev 2016; 30(3): 116-22.
[11] Nasiri V, Teymurzadeh S, Karimi G, Nasiri M. Molecular detection of Toxoplasma gondii in snakes. Exp Parasitol 2016; 169: 102-6.
[12] Dubey J. Toxoplasma gondii oocyst survival under defined temperatures. J Parasitol 1998; 84(4): 862-5.
[13] Dubey J. Advances in the life cycle of Toxoplasma Gondii. Int J Parasitol 1998; 28(7): 24-1019.
[14] Hill D, Dubey J. Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clin Microbiol Infect 2002; 8(10): 634-40.
[15] Camossi L, Greca-Júnior H, Corrêa A, Richini-Pereira V, Silva R, Da Silva A, et al. Detection of Toxoplasma gondii DNA in the milk of naturally infected ewes. Vet Parasitol 2011; 177(3-4): 256-61.
[16] de la Luz Galvan-Ramirez M, Sánchez-Orozco LV, Gutiérrez-Maldonado AF, Pérez LRR. Does Toxoplasma gondii infection impact liver transplantation outcomes? A systematic review. J Med Microbiol 2018; 67(4): 499-506.
[17] Dubey J. Toxoplasmosis in goats. Agri-Prac 1987; 8(3): 43-52.
[18] Belluco S, Mancin M, Conficoni D, Simonato G, Pietrobelli M, Ricci A. Investigating the determinants of Toxoplasma gondii prevalence in meat: a systematic review and meta-regression. PLoS One 2016; 11(4).
[19] Dubey J. Toxoplasmosis–a waterborne zoonosis. Vet Parasitol 2004; 126(1-2): 57-72.
[20] Jones JL, Dubey J. Foodborne toxoplasmosis. Clin Infect Dis 2012; 55(6): 845-51.
[21] Foroutan-Rad M, Khademvatan S, Majidiani H, Aryamand S, Rahim F, Malehi AS. Seroprevalence of Toxoplasma gondii in the Iranian pregnant women: a systematic review and meta-analysis. Act Trop 2016; 158: 160-9.
[22] Majidiani H, Dalvand S, Daryani A, Galvan-Ramirez MdlL, Foroutan-Rad M. Is chronic toxoplasmosis a risk factor for diabetes mellitus? A systematic review and meta-analysis of case-control studies. Braz J Infect Dis 2016; 20(6): 605-9.
[23] Carruthers VB. Armed and dangerous: Toxoplasma gondii uses an arsenal of secretory proteins to infect host cells. Parasitol Int 1999; 48(1): 1-10.
[24] Daryani A, Kalani H, Sharif M, Ziaei H, Sarvi S, Ahmadpour E. Toxoplasma gondii: a review of excretory secretory antigens. J MAZUMS 2013; 22(2): 220-32.
[25] Ferreira MS, Borges AS. Some aspects of protozoan infections in immunocompromised patients: a review. Mem Inst Oswaldo Cruz 2002; 97(4): 443-57.
[26] Garweg JG, Scherrer J, Wallon M, Kodjikian L, Peyron F. Reactivation of ocular toxoplasmosis during pregnancy. BJOG 2005; 112(2): 241-2.
[27] Saadatnia G, Golkar M. A review on human toxoplasmosis. Scand J Infect Dis 2012; 44(11): 805-14.
[28] Wolf A, Cowen D, Paige B. Human toxoplasmosis: occurrence in infants as an encephalomyelitis verification by transmission to animals. Science (Washington). 1939; 89(2306).
[29] Torgerson PR, Mastroiacovo P. The global burden of congenital toxoplasmosis: a systematic review. Bull World Health Organ 2013; 91: 501-8.
[30] Lindsay D, Dubey J. Toxoplasma gondii: the changing paradigm of congenital toxoplasmosis. Parasitol 2011; 138(14): 1829-31.
[31] Jones JL, Lopez A, Wilson M, Schulkin J, Gibbs R. Congenital toxoplasmosis: a review. Obstet Gynecol Surv 2001; 56(5): 296-305.
[32] Commodaro AG, Belfort RN, Rizzo LV, Muccioli C, Silveira C, Burnier Jr MN, et al. Ocular toxoplasmosis: an update and review of the literature. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104(2): 345-50.
[33] Kalogeropoulos D, Sakkas H, Mohammed B, Vartholomatos G, Malamos K, Sreekantam S, et al. Ocular toxoplasmosis: a review of the current diagnostic and therapeutic approaches. Internat Ophthalmol 2021: 1-27.
[34] Wang Z-D, Liu H-H, Ma Z-X, Ma H-Y, Li Z-Y, Yang Z-B, et al. Toxoplasma gondii infection in immunocompromised patients: a systematic review and meta-analysis. Front Microbiol 2017; 8: 389.
[35] Rîpă C, Cojocaru I, Luca M, Luca C, Leon M, Bahnea R. Pulmonary toxoplasmosis in immunosuppressed patient. Rev Med Chir Soc Med Nat Iasi 2012; 116(1): 30-3.
[36] Buentello E. Preliminary Observations on the Relationship between Toxoplasmosis, Lysergic Acid and Schizophrenia. Gac Med Mex 1958; 88(10): 693-708.
[37] Torrey EF, Bartko JJ, Lun Z-R, Yolken RH. Antibodies to Toxoplasma gondii in patients with schizophrenia: a meta-analysis. Schizophr Bull 2007; 33(3): 729-36.
[38] Chegeni TN, Sarvi S, Amouei A, Moosazadeh M, Hosseininejad Z, Aghayan SA, et al. Relationship between toxoplasmosis and obsessive compulsive disorder: A systematic review and meta-analysis. PLoS Negl Trop Dis 2019; 13(4).
[39] Sutterland A, Fond G, Kuin A, Koeter M, Lutter R, Van Gool T, et al. Beyond the association. Toxoplasma gondii in schizophrenia, bipolar disorder, and addiction: systematic review and meta‐analysis. Acta Psychiatr Scand 2015; 132(3): 161-79.
[40] Flegr J. Schizophrenia and Toxoplasma gondii: an undervalued association? Expert Rev Anti-Infect Ther 2015; 13: 817-20.
[41] Fond G, Boyer L, Gaman A, Laouamri H, Attiba D, Richard J-R, et al. Treatment with anti-toxoplasmic activity (TATA) for Toxoplasma positive patients with bipolar disorders or schizophrenia: a cross-sectional study. J Psychiatr Res 2015; 63: 58-64.
[42] Sutterland AL, Kuin A, Kuiper B, van Gool T, Leboyer M, Fond G, et al. Driving us mad: the association of Toxoplasma gondii with suicide attempts and traffic accidents–a systematic review and meta-analysis. Psychol Med 2019; 49(10): 1608-23.
[43] Hosseininejad Z, Sharif M, Sarvi S, Amouei A, Hosseini SA, Chegeni TN, et al. Toxoplasmosis seroprevalence in rheumatoid arthritis patients: a systematic review and meta-analysis. PLoS Negl Trop Dis 2018; 12(6): e0006545.
[44] Prandota J. T. gondii infection acquired during pregnancy and/or after birth may be responsible for development of both type 1 and 2 diabetes mellitus. J Diabetes Metab 2013; 4(2): 55.
[45] Daryani A, Sarvi S, Aarabi M, Mizani A, Ahmadpour E, Shokri A, et al. Seroprevalence of Toxoplasma gondii in the Iranian general population: a systematic review and meta-analysis. Act Trop 2014; 137: 185-94.
[46] Foroutan M, Dalvand S, Daryani A, Ahmadpour E, Majidiani H, Khademvatan S, et al. Rolling up the pieces of a puzzle: a systematic review and meta-analysis of the prevalence of toxoplasmosis in Iran. Alexandria J Med 2018; 54(3): 96-189.
[47] Pappas G, Roussos N, Falagas ME. Toxoplasmosis snapshots: global status of Toxoplasma gondii seroprevalence and implications for pregnancy and congenital toxoplasmosis. Int J Parasitol 2009; 39(12): 1385-94.
[48] Ahmadpour E, Daryani A, Sharif M, Sarvi S, Aarabi M, Mizani A, et al. Toxoplasmosis in immunocompromised patients in Iran: a systematic review and meta-analysis. J Infect Develop Ctries 2014; 8(12): 1503-10.
[49] Heiss MM, Jauch K, Delanoff C, Mayer G, Schildberg F, Mempel W, et al. Beneficial effect of autologous blood transfusion on infectious complications after colorectal cancer surgery. The Lancet 1993; 342(8883): 1328-33.
[50] Bautista G, Ramos A, Forés R, Regidor C, Ruiz E, de Laiglesia A, et al. Toxoplasmosis in cord blood transplantation recipients. Transpl Infect Dis 2012; 14(5): 496-501.
[51] Slavin M, Meyers J, Remington J, Hackman R. Toxoplasma gondii infection in marrow transplant recipients: a 20 year experience. Bone Marrow Transplant 1994; 13(5): 549-57.
[52] Foroutan M, Rostami A, Majidiani H, Riahi SM, Khazaei S, Badri M, et al. A systematic review and meta-analysis of the prevalence of toxoplasmosis in hemodialysis patients in Iran. Epidemiology health 2018; 40: e2018016.
[53] Boughattas S. Toxoplasma infection and milk consumption: Meta-analysis of assumptions and evidences. Crit Rev Food Sci Nutr 2017; 57(13): 2924-33.
[54] Sarvi S, Daryani A, Rahimi MT, Aarabi M, Shokri A, Ahmadpour E, et al. Cattle toxoplasmosis in Iran: a systematic review and meta–analysis. Asian Pac J Trop Med 2015; 8(2): 120-6.
[55] Sharif M, Sarvi S, Shokri A, Teshnizi SH, Rahimi M, Mizani A, et al. Toxoplasma gondii infection among sheep and goats in Iran: a systematic review and meta-analysis. Parasitol Res 2015; 114(1): 1-16.
[56] Rahimi MT, Daryani A, Sarvi S, Shokri A, Ahmadpour E, Teshnizi SH, et al. Cats and Toxoplasma gondii: a systematic review and meta-analysis in Iran. Onderstepoort J Vetn Res 2015; 82(1): 01-10.
[57] Hatam-Nahavandi K, Calero-Bernal R, Rahimi MT, Pagheh AS, Zarean M, Dezhkam A, et al. Toxoplasma gondii infection in domestic and wild felids as public health concerns: a systematic review and meta-analysis. Sci Rep 2021; 11(1): 1-11.
[58] da Silva AV, Langoni H. The detection of Toxoplasma gondii by comparing cytology, histopathology, bioassay in mice, and the polymerase chain reaction (PCR). Vet Parasitol 2001; 97(3): 193-200.
[59] Montoya A, Miró G, Mateo M, Ramírez C, Fuentes I. Detection of Toxoplasma Gondii in cats by comparing bioassay in mice and polymerase chain reaction (PCR). Vet Parasitol 2009; 160(1-2): 159-62.
[60] Rostami A, Karanis P, Fallahi S. Advances in serological, imaging techniques and molecular diagnosis of Toxoplasma gondii infection. Infection 2018; 46(3): 303-15.
[61] Robert-Gangneux F, Dardé M-L. Epidemiology of and diagnostic strategies for toxoplasmosis. Clin Microbiol Rev 2012; 25(2): 264-96.
[62] Ybañez RHD, Ybañez AP, Nishikawa Y. Review on the current trends of toxoplasmosis serodiagnosis in humans. Front Cell Infect Microbiol 2020; 10: 204.
[63] Robert-Gangneux F, Guegan H. Anti-Toxoplasma IgG assays: What performances for what purpose? A systematic review. Parasite 2021; 28: 39.
[64] Bessieres M, Roques C, Berrebi A, Barre V, Cazaux M, Seguela J. IgA antibody response during acquired and congenital toxoplasmosis. J Clin Pathol 1992; 45(7): 605-8.
[65] Gross U, Keksel O, Dardé ML. Value of detecting immunoglobulin E antibodies for the serological diagnosis of Toxoplasma gondii infection. Clin Diagn Lab Immunol 1997; 4(3): 247-51.
[66] Villard O, Cimon B, L’ollivier C, Fricker-Hidalgo H, Godineau N, Houze S, et al. Serological diagnosis of Toxoplasma gondii infection: recommendations from the French National Reference Center for Toxoplasmosis. Diagn Microbiol Infect Dis 2016; 84(1): 22-33.
[67] Andrews KT, Fisher G, Skinner-Adams TS. Drug repurposing and human parasitic protozoan diseases. Int J Parasitol-Drug 2014; 4(2): 95-111.
[68] Bodaghi B, Touitou V, Fardeau C, Paris L, LeHoang P. Toxoplasmosis: new challenges for an old disease. Eye 2012; 26(2): 241-4.
[69] Maenz M, Schlüter D, Liesenfeld O, Schares G, Gross U, Pleyer U. Ocular toxoplasmosis past, present and new aspects of an old disease. Prog Retin Eye Res 2014; 39: 77-106.
[70] Rajapakse S, Chrishan Shivanthan M, Samaranayake N, Rodrigo C, Deepika Fernando S. Antibiotics for human toxoplasmosis: a systematic review of randomized trials. Pathog Glob Health 2013; 107(4): 162-9.
[71] Greif G, Harder A, Haberkorn A. Chemotherapeutic approaches to protozoa: Coccidiae--current level of knowledge and outlook. Parasitol Res 2001; 87(11): 973-5.
[72] Antczak M, Dzitko K, Długońska H. Human toxoplasmosis–Searching for novel chemothera_ peutics. Biomed Pharmacother 2016; 82: 677-84.
[73] Montoya JG. Systematic screening and treatment of toxoplasmosis during pregnancy: is the glass half full or half empty? Am J Obstet Gynecol 315-19: (4)219; 2018.
[74] Paquet C, Yudin MH, Allen VM, Bouchard C, Boucher M, Caddy S, et al. Toxoplasmosis in pregnancy: prevention, screening, and treatment. J Obstet Gynaecol Can 2013; 35(1): 78-9.
[75] Rajapakse S, Weeratunga P, Rodrigo C, de Silva NL, Fernando SD. Prophylaxis of human toxoplasmosis: a systematic review. Pathog Glob Health 2017; 111(7): 333-42.
[76] Innes EA, Hamilton C, Garcia JL, Chryssafidis A, Smith D. A one health approach to vaccines against Toxoplasma Gondii. Food Waterborne Parasitol 2019; 15: e00053.
[77] Spence J, Mitchell G, McNally J, Blewett D, Wright F. The vaccinal efficacy of the S48 strain “Toxovax” of Toxoplasma gondii against natural field outbreaks of ovine toxoplasmosis. VIth European Multicolloquium of Parasitology. 1992: 103.
[78] Sasai M, Yamamoto M. Innate, adaptive, and cell-autonomous immunity against Toxoplasma gondii infection. Exp Mol Med 2019; 51(12): 1-10.
[79] Fisch D, Clough B, Frickel E-M. Human immunity to Toxoplasma Gondii. PLoS Pathog 2019; 15(12): e1008097.
[80] Mahmoudzadeh S, Charoudeh HN, Marques CS, Bahadory S, Ahmadpour E. The role of IL-12 in stimulating NK cells against Toxoplasma gondii infection: a mini-review. Parasitol Res 2021; 120(7): 2303-2309.
[81] Majidiani H, Dalimi A, Ghaffarifar F, Pirestani M. Multi-epitope vaccine expressed in Leishmania tarentolae confers protective immunity to Toxoplasma gondii in BALB/c mice. Microb Pathog 2021; 155: 104925.
[82] Innes EA, Bartley PM, Rocchi M, Benavidas-Silvan J, Burrells A, Hotchkiss E, et al. Developing vaccines to control protozoan parasites in ruminants: dead or alive? Vet Parasitol 2011; 180(1-2): 155-63.
[83] Tait ED, Hunter CA. Advances in understanding immunity to Toxoplasma gondii. Mem Inst Oswaldo Cruz 2009; 104(2): 201-10.
[84] Hajissa K, Zakaria R, Suppian R, Mohamed Z. Epitope-based vaccine as a universal vaccination strategy against Toxoplasma gondii infection: a mini-review. J adv Vet Anim Res 2019; 6(2): 174.
[85] Innes E, Vermeulen A. Vaccination as a control strategy against the coccidial parasites Eimeria, Toxoplasma and Neospora. Parasitol 2006; 133(S2): S145-S68.
[86] Hosseini S, Amouei A, Sharif M, Sarvi S, Galal L, Javidnia J, et al. Human toxoplasmosis: a systematic review for genetic diversity of Toxoplasma gondii in clinical samples. Epidemiol Infect 2019; 147: e36.
[87] Henriquez FL, Woods S, Cong H, McLeod R, Roberts CW. Immunogenetics of Toxoplasma gondii informs vaccine design. Trends Parasitol 2010; 26(11): 550-5.
[88] Wang J-L, Zhang N-Z, Li T-T, He J-J, Elsheikha HM, Zhu X-Q. Advances in the development of anti-Toxoplasma gondii vaccines: challenges, opportunities, and perspectives. Trends parasitol 2019; 35(3): 239-53.
[89] Rezaei F, Sarvi S, Sharif M, Hejazi SH, sattar Pagheh A, Aghayan SA, et al. A systematic review of Toxoplasma gondii antigens to find the best vaccine candidates for immunization. Microb Pathog 2019; 126: 172-84.
 

---